实验专栏丨千万别“作死”，细胞转染可以这样做

作为一条标准的实验狗，细胞转染这条路可谓是荆棘丛生，很多实验狗们看见细胞转染率低就把细胞给扔掉了！中洪小编告诉你，千万别这样“作死”，因为实验材料也很贵的啊！！科研道路十分漫长，今天我们来看看细胞转染实验大比拼。

首先我们看看细胞转染有哪些常见方式：

细胞转染途径
化学介导——利用载体分子包被核酸使其呈现中性电荷或正电荷	DEAE
磷酸钙法
人工脂质体法
物理介导——在细胞膜表面产生一个瞬时的孔从而导入DNA	显微注射法
电穿孔法
基因枪法
病毒介导——利用基因工程病毒转染非病毒基因到细胞中	逆转录病毒
腺病毒

（人脐带间充质干细胞转染图，图为本公司实验图，勿盗）

小编总结了几种经典的传统方法，在此一一做一个介绍。

1

磷酸钙共沉淀

原理：该法可用于瞬时或稳定转染。然而因其对pH、温度和缓冲液盐浓度的微小变化十分敏感，所得结果容易出现差异，且对许多类型的细胞培养物(尤其是原代细胞)具有细胞毒性，转染效率较差。

实验步骤：将核酸与氯化钙在磷酸盐缓冲液中混合，同时控制好pH、温度等条件 → 室温孵育，生成浓缩DNA的极小不溶性颗粒沉淀 → 将颗粒型沉淀分散到细胞中，促进DNA粘附在细胞表面 → 共沉淀通过内吞作用进入胞浆 → 分析细胞瞬时基因表达或者选择稳定性传染。

2

人工脂质体法 

原理：带正电的脂质体与核酸带负电的磷酸基团形成复合物，进而可被细胞内吞稳定转染/瞬时性转染。这种方法几乎适用于所有细胞，转染效率高、重复型好，但转染时需要去除血清，转染效果随细胞类型变化大。

实验步骤：在单独试管中分别稀释核酸及转染试剂 → 脂质体与核酸的磷酸骨架结合，形成复合物 → 脂质体上的正电荷有助于复合物与细胞膜结合 → 复合物通过内吞作用进入胞浆 → 分析细胞瞬时基因表达或沉默情况。

3

病毒转染

原理：对于用脂质体不能实现转染的细胞，可以采用病毒转染。可用于蛋白质过表达或抑制，是临床研究中最常用的方法。它通过侵染宿主细胞将外源基因整合到染色体中，可用于难转染细胞、原代细胞的稳定性转染。

实验步骤：通过基因克隆生成重组病毒 → 采用非病毒法转染包装细胞系，扩增并分离得到重组病毒颗粒→纯化并滴定病毒液→转导目的细胞（含有病毒特异性的受体）→去除培养物中的病毒，并加入新鲜培养基→分析细胞瞬时基因表达或沉默情况。

4

电穿孔法

原理：利用电脉冲在细胞膜上形成暂时的孔使核酸物质能穿过孔进入细胞。

实验步骤：将细胞悬浮于点穿孔缓冲液中，制备细胞 → 在特定缓冲液存在的条件下吗，对细胞施加合适的电脉冲 → 电脉冲在细胞膜上形成电势差，形成临时孔，使核酸进入细胞 → 使细胞恢复生长状态，复苏 → 分析细胞瞬时基因表达或沉默情况。

优缺点的比较：

	优点	缺点
磷酸钙共沉淀	1.便宜且容易获得。 2.适用于生产瞬时和稳定的蛋白质。 3.转染效率高（不限制细胞系）。	1.需要仔细制备试剂   – CaPO4溶液对pH，温度和缓冲盐浓度的变化敏感。2.可重复性较差。 3.有细胞毒性，尤其对原代细胞。 4.不能采用RPMI培养基，由于其含高浓度的磷酸盐。 5.不适用于动物体内转染。
病毒转染法	1.高转染效率（对原代细胞有80-90%）。 2.适用于较难转染的细胞系。 3.可用于体内转染。 4.可用于构建稳定表达或瞬时表达的细胞系。	1.被转染的细胞系必须含有病毒受体。 2.基因插入大小受限（病毒载体~10 kb，非病毒载体~100 kb）。 3.技术难度高，且构建重组蛋白很费时。 4.存在生物安全问题（激活潜在疾病，免疫原性反应，细胞毒性，插入突变，使细胞恶性转化）。
人工脂质体法	1.操作快速简单。 2.结果可重复。 3.转染效率高。 4.可转染DNA，RNA和蛋白质。 5.适用于生产瞬时和稳定的蛋白质。 6.可用于体内转染。	1.需进行条件优化(一些细胞系对阳离子脂质体较敏感)。 2.有些细胞系不容易转染。 3.血清的存在干扰复合物的形成，导致低转染效率。 4.培养基中血清的缺失会增加细胞毒性。
电穿孔法	1.原理简单。 2.条件优化后可产生重复性的结果。 3.不需要载体。 4.不限制细胞类型和条件。 5.条件优化后可以快速转染大量细胞。	1.需要特殊的设备。 2.需要优化电转脉冲和电压参数。 3.对细胞伤害很大。 4.细胞死亡率很高因此需要大量细胞 会不可逆转地损坏细胞膜，溶解细胞。

以上就是细胞转染常用方法，若是想知道引起细胞转染率低下的因素，各位客官，且听下回分解！

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